Facultad de Ciencias Veterinarias

1. Generalidades
Siempre utilice un marcador resistente al agua. Cuando se humedecen las muestras y se ha usado un marcador soluble en agua se pierde la identificación y con ello el trabajo de haber tomado varias muestras. Cuando se usan los tubos adecuados estos tienen un rótulo para identificar la muestra. Cuando tenga necesidad de usar cinta asegúrese que esta rodee completamente el tubo o frasco.

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2. Toma de muestras para bacteriología
El éxito de un aislamiento bacteriano o viral a partir de una muestra de tejido depende fundamentalmente de lo oportuno que haya sido la toma de la muestra, las condiciones de asepsia de la toma y de la conservación durante el transporte.
Las muestras deben extraerse inmediatamente después de la muerte del animal ya que , a medida que pasan las horas, la proliferación de microorganísmos saprófitos podría impedir el aislamiento de patógenos o restar significado al informe bacteriológico.
Las muestras deben tomarse con materiales estériles y acondicionadas en frío (nunca congeladas) para su transporte. Los materiales pueden ser: Hisopos estériles en medio de transporte de Stuart, colectores de orina estériles, jeringas de 5-10 ml estériles.
Los instrumentos (cuchillos, tijeras, pinzas) se esterilizarán con agua hirviendo, vapor a presión o flameo o serán desinfectados por procedimientos químicos.
Para casos en donde se sospeche de enfermedades particulares se pueden enviar las siguientes muestras:

Para cada caso la muestra a tomar dependerá de los indicios de muerte de acuerdo a la anamnesis, grupo etario afectado, necropsia, etc.Es indispensable el envío refrigerado independientemente del tiempo que transcurra para llegar laboratorio. Deben ser remitidas con historia clínica y datos de necropsia.

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3. Toma de muestras para Virología.
Las muestras deben tomarse con materiales estériles y acondicionadas en frío (nunca congeladas), en hisopos estériles y contenedores estériles (del tipo de recolectores de orina).
IBR: Hisopo nasal, hisopado, ocular, encéfalo, ganglio de Gasser, bazo, pulmón, riñón, timo y ganglios línfáticos asociados a las lesiones.
DVB: Esófago, porción intestinal afectada (Placas de Peyer), bazo, hígado, riñón.

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4. Estudio parasitológico en bovinos, equinos, ovinos y caprinos.
La materia fecal debe ser tomada directamente del recto usando un guante de palpación nuevo o bolsas de polietileno. Coloque 20 a 30 gramos en una bolsa de nylon que permita su fácil transporte y manipulación en el laboratorio. Identifique correctamente con marcador indeleble cada muestra.
Es conveniente remitir las muestras a la brevedad, sobre todo cuando se solicitan coprocultivos, ya que algunos géneros de nematodes no resisten bajas temperaturas y eclosionan fácilmente a temperatura ambiente.

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5. Envío de Sangre sin anticoagulante para obtener suero sanguíneo.
Se utiliza para realizar la pruebas para diagnóstico de Brucelosis, Leptospirosis, IBR, DVB, leucosis bovina, Anemia infecciosa equina, etc. Se utilizan tubos de hemólisis de vidrio con tapón de goma. Para obtener suero para la mayoría de exámenes de laboratorio se requieren mínimo 5 ml de sangre sin anticoagulante. Se deja el tubo a temperatura ambiente en un ángulo de 30° por unos treinta minutos. Puede solicitarnos los tubos al laboratorio y se los enviamos sin cargo. La alteración más frecuente en esta muestra es la hemólisis que se produce por la ruptura de los glóbulos rojos. Las causas más frecuentes para esto son el uso de tubos o agujas húmedas, presencia de residuos de detergente, exposición directa a los rayos solares, almacenamiento a temperaturas no adecuadas. Cuando se ha utilizado jeringa y aguja, el exceso de presión en el émbolo a la toma o al transvasar al tubo pueden producir hemólisis por esto retire la aguja y permita que la sangre fluya por las paredes del tubo suavemente.

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6. Toma de muestras para determinación de minerales.
Las muestras para minerales deben ser tomadas con agujas y jeringas nuevas, emplear tubos y viales acondicionados para analizar minerales (materiales previamente lavados en ácido nítrico al 10% y enjuagados con agua desionizada).

7. Toma de muestras para histopatología.
Las muestras para histopatología se pueden colocar en un mismo frasco, en lo posible este debe ser de boca ancha y bien tapado para que no derrame líquido. Las muestras deben enviarse separadas de otras que tengan como destino bacteriología o virología.
El fijador que se utiliza mas comúnmente es el formol al 10%, para prepararlo se mezclan 1 parte de formol al 40% y 9 partes de agua (100 ml + 900 ml respectivamente para preparar 1 litro) y se adicionan 6,5 gr. de fosfato de sodio anhidro difásico y 4 gr. de fosfato de sodio monobásico. Los dos compuestos de fosfato evitan la formación de hematina ácida, que es un pigmento de color marrón oro birrefringente que puede ser confundido con hemosiderina, bilirrubina, hematoidina y aposiderina. Aunque estos dos fosfatos son esenciales, en la práctica generalmente se usa el formol diluído en agua solamente. No enviar la muestra en formol puro (sin diluir).
Las muestras de tejido para estudio histopatológico deben ser de un espesor menor de 5 mm (con excepción de las muestras de cerebro y ojos). Los cortes mas gruesos pueden fijarse de manera incorrecta. La longitud y el ancho no son críticos, pero se considera conveniente una muestra de 3 x 4 cm. La relación correcta entre el formol y la muestra es de 10:1.
La muestra de tejido óptima de una lesión observada macroscópicamente debe incluir tejido afectado y tejido aparentemente normal.
Para muestra de cerebro que son de gran tamaño, deben realizarse 4 o 5 cortes longitudinales del mismo para que penetre el fijador. Los cortes no debe ser completos sino que abarquen las 2/3 partes del espesor para mantener al cerebro cortado longitudinalmente pero sin que los cortes se separen, esto sirve para no perder la referencia anatómica de las partes del cerebro. Deben fijarse en contenedores más grandes por 24-48 hs. y luego pasarse a un frasco mas pequeño (de boca ancha).
Adjunte un listado de los órganos remitidos, un resumen de la historia clínica y todos los hallazgos de necropsia incluyendo extensión, color, consistencia de los tejidos etc. Enuncie un diagnóstico presuntivo de acuerdo con los hallazgos clínicos y de necropsia. Esta información es muy útil para que el patólogo pueda hacer una correlación clínica con los hallazgos histopatológicos y debe ser adjuntada adherido externamente a la caja cuando se utiliza un servicio de mensajería para el envío de la muestra.

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8. Raspado prepucial.
Sobre las muestras de raspado prepucial se pueden investigar patologías como Campylobacteriosis y Trichomoniasis.
Se aconseja el empleo de raspadores de bronce muestreando homogéneamente el material prepucial. Colocar la secreción obtenida en el medio para trichomonas y posteriormente en el medio de campylobacteriosis. Asegurar la esterilización de los raspadores entre cada muestreo.
Recordar que para que un establecimiento sea declarado libre, se necesitan por lo menos 2 raspajes negativos consecutivos de los animales.
En ningún caso las muestras deben ser refrigeradas ya que altera el crecimiento de los flagelados.
Para la toma de muestras de flujos vaginales emplear pipetas de inseminación y vertir la secreción obtenida de la misma manera que en los toros.
Identifique correctamente los tubos con lápiz de grafito o marcador indeleble.
Remitir lo antes posible al laboratorio, previo aviso a nuestros teléfonos 02241- 430095 - 431090.
La lectura de trichomonas se inicia a las 24 horas de recibidas las muestras en el laboratorio y se continua durante 7 días consecutivos.

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9. Toma de muestras para búsqueda de Trichinella spiralis.
El diagnóstico de Trichinella spiralis se realiza en carne fresca o refrigerada del cerdo faenado. La muestra de elección para el diagnóstico es el músculo diafragma (entraña) y se deberá enviar por lo menos 100 gramos de carne.
En el CEDIVE, de acuerdo a la Resolución Nº 740/99 de SENASA realizamos la técnica de digestión artificial.
Los resultados se entregan en el día o dentro de las 24 horas de recibida la muestra.

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10. Toma de muestras de abortos.
Remitir al laboratorio contenido abomasal en jeringa estéril (5 ml). Contenido de cavidades (ascítico o pleurítico). Órganos: hígado, riñón, bazo, timo, pulmón y placenta (refrigerados y sin congelar).

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11. Transporte de muestras.
Por norma general lo ideal es que las muestras lleguen al laboratorio lo antes posible.
Al acondicionar muestras que deben ser enviadas refrigeradas (a excepción de las muestras para cultivo de Trichomonas que deben ser enviadas a temperatura ambiente), tenga en cuenta las siguientes recomendaciones: