Martes 21 de Noviembre de 2017

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Servicio de Anatomía Patológica

El Servicio de Anatomía Patológica se encuadra en el marco de las actividades de extensión universitaria que cumple la Facultad de Ciencias Veterinarias, a través de acciones y prestaciones que se brindan a terceros (personas e instituciones) y por las que se reciben retribuciones económicas.

Entre los objetivos del Servicio se incluyen:

-       La contribución al desempeño de la Facultad como organismo consultor.

-       La disposición de una casuística que favorece el entrenamiento de los docentes y que permite el acceso directo a problemas relacionados con la Salud Animal y la Salud Pública, lo que se traslada luego a tareas de docencia e investigación.

-       La obtención de recursos económicos que contribuyen al adecuado funcionamiento y al equipamiento del mismo.

Para el logro de estos objetivos se desarrollan actividades de consulta y diagnóstico en patología de mamíferos domésticos, salvajes y de zoológico en las áreas de necropsia, histopatología, citología e inmunohistoquímica.

El Servicio constituye un apoyo a las labores de docencia, investigación y perfeccionamiento académico y es parte del quehacer cotidiano del grupo docente de Patología Especial.

Las 4 formas mediante las cuales se brinda servicio son:

-       Servicio de rutina, ofrecido a veterinarios de la práctica privada, de empresas y de instituciones oficiales y propietarios.

-       Servicios por convenios.

-       Servicios por interés docente.

-       Servicios por interés científico.

Para mayor información, consulte a Esta dirección electrónica esta protegida contra spam bots. Necesita activar JavaScript para visualizarla o a los teléfonos +54 (221) 423-6663/64; 424-9621; ó 424-7642, interno 416.

OBTENCIÓN, ACONDICIONAMIENTO Y ENVÍO DE MUESTRAS PARA HISTOPATOLOGÍA

- Todos los especímenes deben ser fijados antes de ser remitidos al laboratorio. Se entiende por fijación, la prevención de cambios postmortem, la preservación de los constituyentes celulares y el cambio celular del estado semifluido a semisólido permanente con endurecimiento del tejido.
- Las muestras deben ser tomadas lo más rápidamente posible durante la necropsia y, en el caso de las biopsias, deben fijarse inmediatamente. No lavarlas con agua corriente.
- Los cuchillos utilizados para la obtención de las muestras deben estar limpios y bien afilados. Usar tijera sólo para abrir órganos huecos. No es conveniente el uso de pinzas quirúrgicas. De utilizarlas, éstas deben ser sin dientes. Los cortes deben ser netos evitando compresiones y desgarros.
- Una solución de formol al 10% es el fijador de elección. Para su preparación basta con tomar una parte de formol comercial (el contenido del envase que se adquiere en droguerías) y agregarle nueve partes de agua de canilla.
- Lo ideal es utilizar una solución de formol neutro. En este caso es conveniente solicitarla al laboratorio o, en su defecto, agregar un trocito de carbonato de calcio (tiza) para evitar la formación de hematina ácida, pigmento que precipita sobre los tejidos y dificulta la observación histológica.
- El formol concentrado es un mal fijador, pues provoca una excesiva contracción de los tejidos y endurecimiento de las superficies, lo que hace difícil la penetración hacia las zonas más profundas.
- El alcohol no es aconsejable como fijador pues produce severa deshidratación y, por consiguiente, distorsión y lisis celulares. Tampoco se aconseja congelar las muestras, pues los cristales de hielo formados producen roturas o desgarros de los tejidos. Si el uso de estos métodos es la única alternativa posible, deberá consignarse esta contingencia en el informe que acompaña la muestra.
- Si se usan fijadores especiales (solución de Zenker, Bouin), la muestra deberá etiquetarse y empaquetarse separadamente. Conviene tener presente que el tejido se altera si permanece por más de 24 horas en estos fijadores. Por eso, transcurrido este tiempo, las muestras deben lavarse con agua corriente y luego colocarse en alcohol 80º.
- Se debe colocar primero el fijador en el recipiente y posteriormente los tejidos. Así se evita que la muestra se adhiera al fondo, facilitando una buena fijación.
- Las muestras deben sumergirse en un volumen de formol al 10%, por lo menos diez veces mayor que el volumen de las mismas. Una vez producida la fijación (24 a 48 horas), se puede reducir el volumen del fijador a unos pocos milímetros (suficientes para cubrir la muestra) para su remisión.
- Las muestras fijadas no deben ser congeladas. Las alteraciones así provocadas pueden enmascarar los detalles histológicos.
- Pueden colocarse todas las muestras procedentes de un mismo animal en un único envase, siempre que se respete la correcta relación volumen muestra/volumen fijador (1/10). Para muestras muy pequeñas o que necesiten identificación, se pueden utilizar envases diferentes o bien envolver las distintas piezas en trozos de gasa atados con hilos. Cada muestra se identifica con códigos escritos en lápiz en una pequeña cartulina.
- Los envases deben ser de boca ancha y cierre hermético. Los tejidos se endurecen en formol y su extracción de un envase de boca pequeña, puede tornarse difícil o imposible, a menos que se proceda a romper el mismo.
- Si las muestras flotan (tejido adiposo, pulmón), conviene cubrirlas con un trozo de algodón o gasa.
- El tamaño de las muestras no debe exceder los 6 a 7 milímetros de espesor para favorecer la penetración del fijador hasta las zonas centrales. El largo y el ancho de las muestra no tienen límites máximos. Por el contrario, para ser representativa, la muestra debe abarcar zonas afectadas y normales adyacentes del tejido, incluyendo los bordes de las lesiones. Si esto no es posible, se deben tomar varias muestras.
- Se deben incidir las cápsulas gruesas de tejido conjuntivo.
- Se debe asegurar la penetración del fijador en vísceras huecas como, por ejemplo, el intestino. En este caso, se extraerán segmentos cilíndricos de 3 a 5 cm de longitud, perfundiendo con formol la mucosa si el contenido es adherente. También se pueden seccionar longitudinalmente los extremos del segmento extraído (0,5 cm en cada extremo) a fin de facilitar el ingreso del formol. Se deberán seleccionar varios segmentos representativos de los distintos sectores del tracto intestinal. Para facilitar la identificación se puede aumentar la longitud de cada muestra desde oral (duodeno) a caudal (íleon), en tanto se aclare esta modalidad de muestreo.
- Una muestra representativa de riñón deberá incluir corteza y médula, además de ir acompañada del linfonódulo renal.
- Cuando no se observan lesiones macroscópicas es aconsejable obtener muestras de distintas áreas de los órganos. Por ejemplo, si se trata de hígado, es conveniente enviar muestras de distintos lóbulos, que incluyan parénquima superficial y profundo. En el caso del pulmón, se deberán enviar muestras de, como mínimo, tres lóbulos diferentes (craneal, medial y caudal) abarcando áreas hilio-periféricas y dorso-ventrales. Anexar linfonódulos regionales.
- Se extraerán muestras de cualquier lesión visible del corazón que incluyan, en lo posible, en un único bloque, peri, mio y endocardio. Si no hay lesiones macroscópicas incluir una muestra procedente de los músculos papilares del ventrículo izquierdo.
- Las muestras de piel deberán incluir epidermis, dermis e hipodermis, incluyendo los bordes de las superficies ulceradas, si las hubiere, y las zonas limítrofes con tejidos sanos.
- La masa encefálica debe ser fijada entera durante, por lo menos, cinco días en formol al 10%. Si se usa formol al 25% se acorta el periodo de fijación. El encéfalo puede dividirse en mitades con un corte mediano prolongando la cisura interhemisférica. En cada mitad, realizar cortes transversales manteniendo unida su base. En bovinos y cerdos ante una sospecha de infección por herpes virus, se deberá incluir el ganglio trigémino (de Gasser). Si se envían trozos de encéfalo, es conveniente indicar, en un esquema, el área anatómica aproximada de donde fueron extraídos. Si se sospecha de alteraciones en los nervios periféricos, extraer varios centímetros, enrollarlos en forma espiralada sobre una superficie plana, embeberlos en formol y, luego de una hora, colocarlos en el recipiente con formol.
- En el caso de neoformaciones en distintos órganos se deben incluir muestras que contengan superficie y profundidad de la lesión. Si en la superficie de corte se observaran zonas con aspecto diferente, se deberán tomar muestras de cada una de ellas evitando áreas de necrosis y hemorragias, lo que debe consignarse en el correspondiente informe. Agregar una muestra del linfonódulo satélite.
- En el caso particular de tumores de hueso, el material remitido generalmente procede de animales vivos (biopsia) y su selección debe estar orientada por estudios radiográficos previos, que permitan seleccionar áreas de probable crecimiento tumoral, evitando zonas de respuestas proliferativas del periostio, áreas de reparación de fracturas, necrosis, etc.
- En general, es aconsejable el envío de los siguientes órganos: hígado, riñón, pulmón, corazón, bazo, cerebro, intestino delgado y grueso y linfonódulos. Dependiendo de la historia clínica y de los hallazgos de la necropsia se podrá aumentar la cantidad de muestras de uno o varios de estos órganos e incluir muestras de otros.
- La historia clínica deberá contener la mayor cantidad posible de datos. Es aconsejable  solicitar protocolos impresos al laboratorio al que rutinariamente se remiten las muestras. Así se facilita el ordenamiento y la inclusión de la información requerida.
- Los protocolos no deben estar en contacto directo con el recipiente durante el envío. Se pueden colocar en sobres de polietileno.